植物蛋白溶解度的改性方法及应用研究进展浏览数:2次
![]() 论文推荐│植物蛋白溶解度的改性方法及应用研究进展植物蛋白溶解度的改性方法及应用研究进展 作 者 张永松,陈辛杰,*夏娜 作者单位 喀什大学 生命与地理科学学院 新疆帕米尔高原生物资源与生态重点实验室 引用格式 张永松,陈辛杰,夏娜.植物蛋白溶解度的改性方法及应用研究进展[J].农产品加工,2025,(01):76-82+87. 基金项目 摘 要 溶解度是蛋白质的一项重要功能性质,将蛋白质在水中的分散量或分散水平相应地称为蛋白质的溶解度。由于内外环境的改变或其他因素,造成蛋白质分子内部的结构改变,引起蛋白质溶解性的变化,影响其功能性质及其在食品工业中的利用价值。对在植物蛋白提取、加工过程中现有的方法,即超声处理、研磨、均质、pH值变化处理和盐离子及蛋白酶等技术,以及反胶束萃取法提取蛋白进行了综述。认为蛋白质分子间的相互作用力、蛋白质分子量和结构等的改变,会对蛋白质的溶解性产生极大的影响。然而,这些方法的主要操作和设备作用机制及不同的作用条件存在差异,很难将这些研究应用于工业化生产中,为了从中发掘出更大的价值,需要对其进行更深入的理解和研究。 关 键 词 溶解度;相互作用力;变性;酶;反胶束法 正 文 蛋白质是人类必需的营养物质之一,在日常饮食中占据着重要地位,根据来源不同可分为动物性蛋白和植物性蛋白。动物性蛋白含有人体必需的各种氨基酸,营养价值较高,但是在食用动物类食品时,除了摄入蛋白质外,脂肪和胆固醇摄入量也较高,因此会导致一系列健康问题,如高血压、心脏病、肥胖等[1]。而植物蛋白来源广泛,营养与动物蛋白类似,更容易被人体消化吸收。此外,植物蛋白还具有多种生理保健功能,如降低胆固醇、抗氧化和降血压等[1]。如今,动物蛋白产量有限,满足不了市场需求,因此对植物蛋白的开发和研究显得尤为重要。 溶解度是蛋白质的一项重要功能性质,蛋白质的溶解度特性对蛋白质的提取、分离和纯化等有很大影响。蛋白质在饮料中的应用与其溶解性有直接关系,溶解度在富含蛋白质食品的物理化学性质、加工、感官属性、保质期和营养状况等方面起着关键作用[2]。了解影响蛋白质溶解度的因素,并研究如何提高蛋白质溶解度就显得十分突出,对提取和加工植物蛋白的过程中提高其溶解度的方法进行综述。 1 蛋白质溶解度 蛋白质溶解度是指蛋白质在某一特定溶液中的溶解度,是衡量蛋白质物理化学性质的重要指标,影响蛋白质溶解度的因素有很多,如蛋白质分子结构、溶剂pH值、溶剂类型和添加剂等,这些理化因素单独或协同作用,使蛋白质的溶解度相差巨大。蛋白质在水中以分散态存在,并无严格意义上的溶解度,最初将蛋白质在水中的分散量或分散水平称为蛋白质的溶解度[3]。目前,普遍认为蛋白质的溶解度是在特定环境(如料液比、搅拌方式、搅拌速度、离心速度等)下蛋白质中可溶性蛋白所占的百分比,常采用氮可溶性指数NSI(水溶性氮含量占原始试样中总氮含量的百分数)表示[4]。蛋白质的溶解度与蛋白表面的亲水性和疏水性有关,也与氨基酸残基的电荷频率有关,蛋白质分子表面疏水性区域数目越少和电荷频率越大,溶解度越大。 2 影响蛋白质溶解度的环境因素 2.1 pH值对蛋白质溶解度的影响 大多数植物蛋白溶解度与pH值相关曲线呈现“U”形,通常在等电点时溶解度最低,当蛋白质pH值远离等电点时,其溶解度会有不同程度的升高[5]。溶解度随pH值变化大的蛋白质,可通过改变介质的pH值来对其进行提取和分离。 2.2 盐对蛋白质的溶解性产生不同的影响 不同种类的盐离子及其浓度都对植物蛋白的溶解度有很大的影响,低浓度(0.1~1.0 mol/L)的盐离子可增加植物蛋白在水中的溶解度(盐溶,Salting in);高浓度(大于1 mol/L)则会使溶解度降低甚至产生沉淀(盐析,Salting out)[6]。 2.3 有机溶剂对蛋白质溶解度的影响 能与水互溶的有机溶剂如丙酮、乙醇等,能使蛋白溶液中溶剂的介电常数降低,进而使蛋白分子间的静电斥力减弱、吸引作用增加,从而使蛋白质发生聚集甚至产生沉淀,即有机溶剂降低植物蛋白溶解度[6]。 2.4 温度对蛋白质溶解度的影响 加热植物蛋白会对其溶解度造成不可逆的影响。通常植物蛋白的溶解度在0~40 ℃内的变化和温度呈正相关,但随着温度的持续升高,植物蛋白发生变性,其溶解度最终下降[6]。部分植物蛋白如β -酪蛋白和谷类蛋白,其溶解度与温度呈负相关。例如,脱脂大豆粉、大豆浓缩蛋白、分离蛋白的NSI随着温度的升高而逐渐降低[7]。 人们普遍认为起始溶解度较大的蛋白质,能迅速且大量地在体系中分散,这有利于蛋白质分子向空气或水-油界面的扩散,影响增稠、起泡、乳化和凝胶作用等功能性质,而不溶性蛋白质在食品中的应用非常有限[8]。将从物理改性、化学改性、酶解改性和新型蛋白提取技术—反胶束萃取法几个方面来阐述。 3 物理改性法在提高蛋白质溶解度中的应用 物理改性法是通过湿热、超声、微波、高压、挤压和搅拌等方式对蛋白进行处理,改变蛋白质的聚集状态、蛋白质空间构象和肽链间的松散程度,达到改变蛋白质的溶解度等功能性质的目的。 各种技术在提高蛋白质溶解度方面的应用见表1。
3.1 超声波在提高蛋白质溶解度中的应用 超声波是一种波长极短的机械波,在食品工业中有着广泛应用。超声技术可分为高强度低频(16×102 kHz)和低强度高频(100 kHz),根据不同的超声强度有不同的应用。低强度高频超声具有低损伤特性,主要应用于医疗无损检测、超声探测仪、超声显微镜等领域,而高强度低频的超声主要应用于清洗和空化声化学[25]。高强度超声在作用过程中,形成空化气泡,这些气泡在极短周期内增长并剧烈崩溃,导致温度(5 000 K)和压力(1 000 atm)急剧升高,产生非常高的剪切力和空化区域的湍流[26],因此高强度低频超声用于食品加工的主要特点是多力相互作用,包括热效应、机械剪切等。 根据频率和功率对超声波的利用见图1,超声在液体中传播产生的4种效应见图2。
SHA L等人[27]在利用超声波处理蛋白提取液时,超声作用改变了豌豆分离蛋白的分子结构和溶解度,超声波的不同振幅和处理时间对蛋白质结构的影响有显著差异。在高超声作用下,空化作用使二硫键断裂,蛋白质尺寸减小,表面积增大,同时蛋白质亲水区域的构象发生变化,暴露更多的巯基等疏水基团,提供更多的蛋白质-水相互作用力[28-29]。而在实际应用中超声通常和其他处理共同作用来增强蛋白质的溶解度,高强度超声和pH值变化处理是常见的一种组合[30]。超声辅助和pH值变化共同处理后的植物蛋白与单次处理(超声或pH值变化)相比,其溶解度进一步提高[30]。尽管高强度超声具有许多优势,但也面临着一些限制,如作用模式复杂、穿透深度依赖于水和空气含量、自由基的潜在损伤和不必要的结构变化,因此如何完善工艺条件和实现工业化生产仍需要进一步讨论。 3.2 研磨在提高蛋白质溶解度中的应用 研磨被认为是生产具有高溶解性、分散性、吸附性和流动性等良好表面性质的超细粉末的新技术之一,是一种环保、低成本的方法。与传统的机械方法相比,其消耗的能量更低,产生具有尺寸分布更均匀及新功能的微观蛋白质颗粒[12]。LIU Q等人[13]的试验表明,研磨对豌豆分离蛋白结构的改变较大,这个结果和ZHAO X等人[12]的研究结果类似,研磨过程中的机械化学作用改变了蛋白质的结构,蛋白分子间相互作用力改变,使蛋白质的粒度减小,且存在随着时间的延长溶解度逐渐增加的现象。目前,研磨已经和不同的技术结合使用,如喷射研磨、胶体研磨、高能研磨、纳米冲击研磨、圆盘研磨、球磨机和微流器等。 3.3 均质在提高蛋白质溶解度中的应用 蛋白质的均质也是一种物理方法,均质过程涉及空化、剪切、湍流和升温过程,该方法通过减小蛋白质颗粒尺寸增加其表面积,从而增加其流变特性、溶解度、保水能力、乳化指数、发泡和物理稳定性[31]。LI J等人[32]利用高压均质(120 MPa)使花生蛋白溶解度增大,高压均质中涉及的湍流力和空化作用破坏了分子链,打开了分子结构暴露出更多的带电基团,使蛋白质能够更好地与水结合,从而提高蛋白质的溶解度[32]。 4 化学改性法 化学改性是通过化学试剂处理使蛋白质分子中的氨基酸残基、官能团或肽链发生断裂、聚合或引入新的基团,从而改变蛋白质表面的静电荷数量、蛋白质内部的化学作用力、相对分子质量、氨基酸组成和表面疏水性等结构性质[33]。 4.1 pH值变化在提高蛋白质溶解度中的应用 pH值对蛋白质溶解度的影响较大,蛋白质溶解度会随pH值变化而变化。通常,植物蛋白的水溶性在pH值在等电点时(pH值4~6)最低[34],蛋白质分子在此范围内的静电排斥力相对较低,这也意味着蛋白质分子可通过范德华力、疏水键和氢键相结合;相反,当pH值远离等电点时,电荷和静电排斥会增强,导致植物蛋白的溶解度增大。例如,大豆蛋白、鹰嘴豆蛋白、豌豆蛋白和扁豆蛋白在pH值为8时具有较高的溶解度,在pH值为3时则具有较低的溶解度[35]。VERFAILLIE D等人[34]碱性提取在3种不同的pH值下(7,8和9),测定了碱性环境对大豆蛋白的蛋白质提取和物理性质的影响,pH值7~9时蛋白质产量显著增加。 在不同pH值(7,8和9)下的碱性提取获得的蛋白质含量和蛋白质产量见表2。
另外有研究表明,在对大豆蛋白进行长期酸处理后,在中性pH值下蛋白质溶解度下降,随着pH值的降低,这种下降更加明显。YILDIZ G等人[36]的试验结果也表明,pH值变化过程能有效提高大豆蛋白的溶解度,但是酸性pH值条件对样品的修饰作用不太明显,与酸性pH值(2,3和4)相比,碱性pH值(10,11和12)显示出更高的溶解度。SURASANI V K R等人[37]也发现,碱性条件下比在酸性条件下的蛋白质更易溶解。其原因除了等电点的影响外,还有酸性环境促进了蛋白质中小分子亚基的交联,破坏了二硫键并暴露了巯基,但通过二硫键外的其他相互作用力聚集了部分蛋白分子,导致在酸性条件下部分植物蛋白的溶解性与碱性环境相差较大。 4.2 盐离子效应在提高蛋白质溶解度中的应用 离子对蛋白质稳定性的影响取决于Hofmeister级数,即根据阳离子和阴离子的排列顺序,表明蛋白质的溶解度(盐溶/盐析现象)[38]。不同阴离子对蛋白质静电相互作用的相对有效性取决于pH值,且对于pH值< pI遵循反向Hofmeister序列,对于pH值> pI遵循直接Hofmeiser序列[39]。盐的正效应是由于盐离子与蛋白质分子的静电相互作用,通常低浓度(<0.3 mol/L)的盐对整个蛋白质电荷具有中和作用,盐离子与蛋白质的直接相互作用,引起盐溶作用(蛋白质溶解度增加);相反,在高浓度(>0.3 mol/L)下,由于表面张力的增加,亲液离子引起盐析效应(蛋白质溶解度降低)[39]。KALAYDZHIEV H等人[40]的研究结果表明,蛋白质是具有带正电荷和带负电荷区域的复杂聚电解质,在低浓度盐的情况下,蛋白质分子被过量的带相反电荷的离子包围,减少了蛋白质之间的静电相互作用,反而增强蛋白质分子与水分子之间的相互作用,提高了蛋白质的溶解度,而在高浓度盐溶液中,含盐离子产生盐析作用,导致蛋白质溶解度降低。BAKER S L等人[41]在硫酸铵沉淀法提纯蛋白质的过程中,认为负电荷与蛋白质溶解度的增加有很强的相关性,利用共聚化合物的附着,提高蛋白质的溶解度,共聚化合物与蛋白质附着对其在盐溶液中的溶解度有转化作用[42]。将聚合物共价连接到蛋白质上,高电荷聚合物将蛋白质溶解度提高,并防止盐析,而不带电的两亲性聚合物在结合到蛋白质表面时,随着盐浓度的增加,表现出未结合的两性离子聚合物在盐溶液中产生抗聚电解质效应,使蛋白质溶解度降低[42]。 5 酶解改性法 酶法改性是指蛋白质通过蛋白酶的作用,在其特定位置上发生水解反应,产生不同于母体蛋白的分子量较小的分子,并产生少量具有一定功能活性的蛋白肽;同时,酶的水解作用会导致蛋白结构的变化,除去特殊基团或使肽链断裂,暴露出蛋白质分子内的疏水基团引起蛋白质功能性质的改变。 酶水解是蛋白质修饰特制食品的最有利方法,且反应物和副产物是无害的[43]。与其他修饰方法相比,这种类型的修饰具有独特优势,如可在温和的条件下进行、产生少量副产物、蛋白质的化学成分被保留、酶反应速度快和特异性强等[43]。在酶水解中pH值的影响不容忽视,此类研究有一个奇怪的发现:利用酶提法提取植物蛋白在碱性环境下的提取效果比在酸性环境下的提取效果好。例如,MIRANDA C G等人[44]利用酶提法提取扁豆蛋白,酶提法在pH值为7时比在低pH值条件下有更好的提取效果;OPAZO N M等人[45]在试验中出现中性和碱性蛋白酶对羽扇豆蛋白的水解效率高于酸性蛋白酶的现象。SCHLEGEL K等人[46]也发现了同样的情况,被各种蛋白酶水解的羽扇豆蛋白在pH值为9时,表现出更高的蛋白质溶解度;在pH值为5时,表现出低溶解度。在蛋白质水解过程中,大的不溶性聚集体被切割成较小的肽,增加了可电离基团与水分子相互作用的可能性,并增强了水合作用。水解蛋白在酸环境下的蛋白质溶解度相对于未水解蛋白增加是因为其水解产生低分子量可溶性肽[46],通过降低肽的大小来促进亲水基团与水分子的相互作用,从而增加蛋白质的溶解度。而蛋白质在酸性条件下的溶解度比碱性条件下低,可能是因为在酸性条件下更接近目标蛋白的等电点,导致低于碱性环境下的溶解度,进一步证明前面的pH值变化对植物蛋白溶解度的影响。 6 反胶束萃取法 反胶束是指表面活性剂在非极性溶剂中形成的聚集体,表面活性剂的极性基团向内与水接触,形成水核,而疏水非极性链向外与非极性溶剂接触[47]。在提取过程中,生物分子被包裹在反胶束,也就是水核中,因此避免了生物分子与有机溶剂直接接触而变性,且有利于有机溶剂和表面活性剂可回收再利用,降低工艺成本。反胶束提取蛋白质的过程分为2个步骤:正向萃取和反向萃取,正向萃取是将蛋白质溶解到反胶束团内部水核中,反向萃取是将溶解后的蛋白质从反胶束水核中回收的过程[48]。影响反胶束萃取效率的参数包括表面活性剂的类型和浓度、溶剂的类型和浓度、水相pH值、离子强度、盐的加入、蛋白质电荷、温度、含水量、反胶束的大小和形状及溶出液的浓度[49]。 表面活性剂可分为阳离子表面活性剂、阴离子表面活性剂和非离子表面活性剂。AOT是最常使用的阴离子表面活性剂。其具有支链双烷基链和单头基(阴离子磺酸盐),具有独特的立体化学,分子几何形状为楔型,是表面活性剂在非极性溶剂中最稳定的构象[50]。因此,AOT形成的反胶束具有明显的单分散性和球形,形成的反胶束团具有尺寸大(1~14 nm)和能团簇大量水的能力,且与CATB不同的是不需要表面活性剂的存在就能完成萃取过程[37]。阳离子表面活性剂通常由季铵盐和烷基盐组成,用得最多的是CATB,CATB具有一条疏水非极性长链尾和一个亲水极性头,CATB反胶束尺寸比AOT小,因此应用不如AOT广泛。非离子表面活性剂形成的反胶束团对工艺条件非常敏感,因此应用较少,通常是2种或多种表面活性剂混合使用。此外,部分自然存在的生物分子也具有表面活性,主要在微生物中以次生代谢物的形式存在,其无毒和可被生物降解,可减少对环境的负面影响[50-51]。 常用表面活性剂及其有机溶剂见表3。
有研究表明,与等电沉淀法相比,AOT反胶束法可改善大豆蛋白质的功能、营养和风味特性[51]。另一项研究也表明,与碱溶液法和酸分离法相比,AOT反胶束萃取法提取的大豆蛋白二级结构的旋转和无序结构百分比降低,β-折叠结构百分比增加,AOT反胶束萃取法对蛋白质的变性作用小于碱溶法和酸分离法[49]。 在提取植物蛋白时,原料一般都是含油量较高的植物种子,从中提取蛋白质的传统方法是先提取油脂,再从脱脂原料中分离蛋白质,这会增加加工成本且易造成试剂污染[52]。LESER M E等人[52]和ZHANG L等人[49]证明了利用AOT 反胶束法同时从油料作物中提取油脂和蛋白质的可行性,这有可能提高加工效率。利用油脂不溶于水的特性完成油脂和蛋白质的提取,在物料加入反胶束溶液后,蛋白质被包裹在极性水核中,油脂被溶解在非极性溶剂中,这是正向萃取。将同体积的水溶液与上述正向萃取溶液混合,离心后分离两相,此为反向萃取。油处于上部有机相中,蛋白质处于下部水相[48]。 截至目前,虽然反胶束提取在回收植物蛋白方面具有巨大的潜力,但也存在一些局限性。例如,AOT和异辛烷这2种化合物未被批准用于食品用途,需要寻找生物相容性和可食用的表面活性剂和极性溶剂来开发高效的食品级反胶束提取系统。此外,与用于回收植物蛋白的传统等电沉淀法相比,反胶束提取仍然存在生产率有限和成本高的缺陷。尽管声称反胶束方便且易于扩展,但反胶束提取仅在实验室规模上应用,该技术的扩展仍然是一个挑战。 7 结语 提高蛋白质的溶解度就是改变蛋白质的理化因素,改变蛋白质空间结构,使其溶解度增高。如今,提高蛋白质溶解度主要是在提取蛋白质和加工蛋白质这2个过程中来展开研究。提取蛋白质的方法对蛋白质溶解度有很大的帮助,酶提法、碱提法和反胶束萃取法等方法都能在一定程度上提高蛋白质的溶解度。而在加工过程中最常用的是利用均质、改变pH值、研磨、超声和微波等处理来提高其溶解度。 不同来源的蛋白质种类不同含量也不相同,其理化性质也可能不同,溶解度也千差万别,高溶解性是蛋白质发挥其他功能性质的前提条件,低溶解性的蛋白质在食品工业中的应用十分有限。合适的溶解度可更好地决定蛋白质的用途,在工业制造上,可根据需要来决定是否需要提高蛋白质溶解度。根据蛋白质的特性而制定不同的提取方法,工作量将会十分庞大,且有些方法还未能应用于食品领域。因此,实现其大规模应用于食品工业中任重而道远。 参考文献: [1]高蕾蕾,李迎秋. 植物蛋白的研究进展[J]. 江苏调味副食品,2018(4):6-10,16. [2]GROSSMANN L,MC C D J. Current insights into protein solubility:A review of its importance for alternative pr-oteins[J]. Food Hydrocolloids,2022(7):108416-108422. [3]熊拯. 大豆分离蛋白溶解性的影响因素研究[J]. 农产品加工, 2012(3):67-70. [4]阎欣,郭兴凤. 挤压膨化处理对大豆蛋白功能特性影响[J]. 粮食加工,2017,42(6):33-37. [5]DACHMANN E,NOBIS V,KULOZIK U,et al. Surface and foaming properties of potato proteins:Impact of protein co-ncentration,pH value and ionic strength[J]. Food Hydrocolloids,2020(107):105981-105990. [6]阚建全. 食品化学[M]. 第3版. 北京:中国农业大学出版社,2011:64-66. [7]赵新琦,陈平华,米晓磊,等. 不同加工处理方式对酪蛋白胶束的影响研究进展[J]. 乳业科学与技术,2021, 44(1):51-56. [8]徐锦丽. 酶法改善大豆11S球蛋白溶解性和乳化性及蛋白质组学研究[D]. 哈尔滨:哈尔滨商业大学,2014. [9]KARABULUT G,YEMIS O. Modification of hemp seed protein isolate(Cannabis sativa L)by high-intensity ultrasound treatment. Part 1:Functional properties[J]. Food Chemistry,2022(37):131843-131855. [10]DU H,ZHANG J,WANG S,et al. Effect of high-intensity ultrasonic treatment on the physicochemical,structural,rheological,behavioral,and foaming properties of pumpkin(Cucurbita moschata Duch)-seed protein isolates[J]. LWT,2022(155):112952-112960. [11]KANG S,ZHANG J,GUO X,et al. Effects of ultrasonic treatment on the structure,functional properties of chickpea protein isolate and its digestibility in vitro[J]. Foods,2022,11(6):880-889. [12]ZHAO X,SUN L,ZHANG X,et al. Effects of ultrafine grinding time on the functional and flavor properties of soybean protein isolate[J]. Colloids and Surfaces B:Biointerfa-ces,2020(196):111345-111352. [13]LIU Q,LI Z,PAN X,et al. Effect of grinding on the structure of pea protein isolate and the rheological properties of its acid induced gels[J]. International Journal of Food Sc-ience & Technology,2021,56(7):3455-3462. [14]RAMADHAN K,FOSTER T J. Effects of ball milling on the structural,thermal,and rheological properties of oat bran protein flour[J]. Journal of Food Engineering,2018(229):50-56. [15]SARICAOGLU F T. Application of high-pressure homogenization(HPH)to modify functional, structural and rheological properties of lentil(Lens culinaris)proteins[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2020(144):760-769. [16]TABILO M G,VILLALOBOS C R,HERRERA L C,et al. Physicochemical properties of high-pressure treated lentil protein-based nanoemulsions[J]. LWT, 2019(101):590-598. [17]TANG M Q,GAO Q,XU Y,et al. Solubility and emulsifying activity of yam soluble protein[J]. Journal of Food Science and Technology,2020(57):1619-1627. [18]TANGER C,MULLER M,ANDINGER D,et al. Influence of pH and ionic strength on the thermal gelation behaviour of pea protein[J]. Food Hydrocolloids,2022(123):106903-106910. [19]YILDIZ G,ANDRADE J,ENGESETH N E,et al. Functionalizing soy protein nano-aggregates with pH-shifting and ma-no-thermo-sonication[J]. Journal of Colloid and Interface Science,2017(50):836-846. [20]ECKERT E,HAN J,SWALLOW K,et al. Effects of enzymatic hydrolysis and ultrafiltration on physicochemical and functional properties of faba bean protein[J]. Cereal Chemistry,2019(4):725-741. [21]ZANG X,YUE C,WANG Y,et al. Effect of limited enzymatic hydrolysis on the structure and emulsifying properties of rice bran protein[J]. Journal of Cereal Science,2019(85):168-174. [22]ZHANG L,ZHANG M,SUN X,et al. Effects of AOT reverse micelle extraction on structure and emulsifying properties of soybean protein[J]. Journal of the American oil Chemists Society,2021(9):923-932. [23]WANG N,WANG J,LI Y,et al. Reverse microemulsion prepared by AOT/CTAB/SDS/Tween80 for extraction of tea residues protein[J]. Journal of Molecular Liquids,2020(32):114474-114481. [24]ZHAO X,LIU H,ZHANG X,et al. Surface structure and volatile characteristic of peanut proteins obtained through AOT reverse micelles[J]. Colloids and Surfaces B:Biointerfaces,2019(173):860-868. [25]LIN D,ZHANG Q,XIAO L,et al. Effects of ultrasound on functional properties,structure and glycation properties of proteins:A review[J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition,2021,61(15):2471-2481. [26]GULSEREN,GUZEY D,BRUCE B D,et al. Structural and functional changes in ultrasonicated bovine serum albumin solutions[J]. Ultrasonics Sonochemistry,2007,14(2):173-183. [27]SHA L,KOOSIS A O,WANG Q,et al. Interfacial dilatational and emulsifying properties of ultrasound-treated pea prote-in[J]. Food Chemistry,2021(350):129271-129278. [28]XIONG T,XIONG W,GE M,et al. Effect of high int-ensity ultrasound on structure and foaming properties of pea protein isolate[J]. Food Research International,2018(109):260-267. [29]SULLIVAN J J,PANR M,BEEVERS J,et al. Applications of ultrasound for the functional modification of proteins and nanoemulsion formation:A review[J]. Food Hydrocolloids,2017(71):299-310. [30]ZHANG J,LIU Q,CHEN Q,et al. Synergistic modification of pea protein structure using high-intensity ultrasound and pH-shifting technology to improve solubility and emulsification[J]. Ultrasonics Sonochemistry,2022(88):106099-106104. [31]CHA Y,WU F,ZOU H,et al. High-Pressure homogenization Pre-Treatment improved functional properties of oyster protein isolate hydrolysates[J]. Molecules,2018,23(12):3344-3350. [32]LI J,SHI A,LIU H,et al. Effect of hydrothermal cooking combined with high-pressure homogenization and enzymatic hydrolysis on the solubility and stability of peanut protein at low pH[J]. Foods,2022,11(9):1289-1297. [33]HWANG D C,DAMODARAN S. Chemical modification strategies for synthesis of protein-based hydrogel[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry,1996,44(3):751-758. [34]VERFAILLIE D,JANSSEN F,VAN ROYEN G,et al. A systematic study of the impact of the isoelectric precipitation process on the physical properties and protein composition of soy protein isolates[J]. Food Research International,2023(163):112177-112183. [35]MA K K,GRIS M,LU J,et al. Functional performance of plant proteins[J]. Foods,2022,11(4):594-606. [36]YILDIZ G. Effect of pH-shifting method on solubility and emulsifying properties of soy protein concentrate[J]. Harran Tarim ve Gida Bilimleri Dergisi,2018,23(2):159-166. [37]SURASANI V K R,RAJU C V,CHANDRA M V,et al. Effect of organic acid on recovery yields and characteristics of rohu(Labeo rohita)protein isolates extracted using pH shift processing[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture,2019,99(14):6546-6551. [38]TERRY J W. Three solutions of the protein solubility problem[J]. Protein Science,1998(2):376-382. [39]OKUR H I,HLADIKOVA J,REMBERT K B,et al. Beyond the Hofmeister series:Ion-specific effects on proteins and their biological functions[J]. The Journal of Physical Chemistry B,2017(9):1997-2014. [40]KALAYDZHIEV H,GEORGIEV R,IVANOVA P,et al. Enhanced solubility of rapeseed meal protein isolates prepared by sequential isoelectric precipitation[J]. Foods,2020(6):703-714. [41]BAKER S L,MUNASINGHEA,KAUPBAYEVA B,et al. Transforming protein-polymer conjugate purification by tuning protein solubility[J]. Nature Communications,2019, 10(1):4718-4722. [42]MILLA P,DOSIO F,CATTEL L. PEGylation of proteins and liposomes:A powerful and flexible strategy to improve the drug delivery[J]. Current Drug Metabolism,2012, 13(1):105-119. [43]NASRABADI M N,DOOST A S,MEZZENGA R. Modification approaches of plant-based proteins to improve their techno-functionality and use in food products[J]. Food Hydrocolloids,2021(118):106789-106794. [44]MIRANDA C G,SPERANZA P,KUROZAWA L E,et al. Lentil protein:Impact of different extraction methods on structural and functional properties[J]. Heliyon,2022(11):11775- 11782. [45]OPAZO N M,BURGOS D C,GARRIDO M K A,et al. Effect of enzymatic hydrolysis on solubility and emulsifying properties of lupin proteins(Lupinus luteus)[J]. Colloids and Interfaces,2022(4):82-89. [46]SCHLEGEL K,SONTHEIMER K,HICKISCH A,et al. Enzymatic hydrolysis of lupin protein isolates-Changes in the molecular weight distribution,technofunctional characteristics,and sensory attributes[J]. Food Science & Nutrition,2019(8):2747-2759. [47]LUNA M A,CORREA N M,SILBER J J,et al. Properties of AOT reverse micelle interfaces with different polar solve-nts[J]. Journal of Physical Organic Chemistry,2016,29(11):580-585. [48]SUN X,BANDARA N. Applications of reverse micelles technique in food science:A comprehensive review[J]. Tre-nds in Food Science & Technology,2019(91):106-115. [49]ZHANG L,CHEN F,ZHANG W,et al. Kinetics and characteristics of soybean oil and protein extracted by AOT reverse micelle technology[J]. Journal of Chemistry,2018(27):1-11. [50]ARSENE M L,IULIANA,MARIANA,et al. Versatility of Reverse micelles:From biomimetic models to nano(Bio)sensor design[J]. Processes,2021(2):345-355. [51]ZHAO X,ZHANG X,LIU H,et al. Functional,nutritional and flavor characteristic of soybean proteins obtained thro-ugh reverse micelles[J]. Food Hydrocolloids,2018(74):358-366. [52]LESER M E,LUISI P L,PAIMIERI S. The use of reverse micelles for the simultaneous extraction of oil and proteins fr-om vegetable meal[J]. Biotechnology and Bioengineering, 1989,34(9):1140-1146. ◇
|